- Acido-Alcohol: (decolorante para tinción Ziehl-Neelsen)
- Ácido clorhídrico concentrado ………………………………………………….3 ml
- Etanol 95% …………………………………………………………………………97 ml
- Azul de metileno: Colorante de contraste para tinción de flagelos.
- Azul de metileno……………………………………………………………………..1 g
- Agua destilada…………………………………………………………………….100 ml
- Azul de metileno de Loeffler: Tinciones simples.
- Solución de hidróxido potásico al 1%………………………………………….1 ml
- Azul de metileno, sol. saturada en etanol al 95%………………………….30 ml
- Agua destilada…………………………………………………………………….100 ml
- Colorante para esporas:
- Solución acuosa saturada de verde malaquita
- Colorante para flagelos de Leifson:
- Solución A
- Fucsina básica ……………………………………………………………….1,2 g
- Etanol 95%…………………………………………………………………..100 ml
- Solución B
- Ácido tánico……………………………………………………………………..3 g
- Agua destilada……………………………………………………………….100 ml
- Solución C
- Cloruro sódico………………………………………………………………..1,5 g
- Agua destilada……………………………………………………………….100 ml
Para preparar la solución de uso, se mezclan cantidades iguales de las soluciones A, B y C y se guarda en frasco cerrado herméticamente en la nevera donde es estable durante varias semanas.
- Solución A
- Cristal violeta: Para tinción Gram y tinción simple.
- Cristal violeta (violeta de genciana)…………………………………………….0,5 g
- Agua destilada………………………………………………………………………100 ml
- Eosina: Para observación de células sanguíneas.
- Eosina…………………………………………………………………………………..0,3 g
- Ácido acético glacial…………………………………………………………….0,025 ml
- Agua destilada………………………………………………………………………..100 ml
- Fucsina diluida: Para tinción Gram y tinción simple.
- Fucsina fenicada de Ziehl-Neelsen………………………………………………10 ml
- Agua destilada………………………………………………………………………100 ml
- Fucsina fenicada de Ziehl-Neelsen: Para tinción ácido-alcohol resistente.
- Fucsina básica…………………………………………………………………………..1 g
- Etanol 95%…………………………………………………………………………….10 ml
- Fenol 5% en solución acuosa……………………………………………………100 ml
- Hematoxilina: Para observación de células sanguíneas.
- Hematoxilina……………………………………………………………………………..2 g
- Agua destilada…………………………………………………………………………..1 l
- Lactofenol: Para preparaciones microscópicas en fresco de mohos.
- Ácido láctico………………………………………………………………………….100 ml
- Fenol……………………………………………………………………………………100 g
- Glicerol…………………………………………………………………………………200 ml
- Agua…………………………………………………………………………………….100 ml
- Lactofenol al Azul Algodón: Para preparaciones en fresco y tinciones de mohos.
- Solución de azul algodón
- Sol. saturada de azul algodón (azul anilina soluble)………………….10 ml
- Glicerol………………………………………………………………………….10 ml
- Agua……………………………………………………………………………..80 ml
Mezclar esta solución con lactofenol a partes iguales
- Solución de azul algodón
- Lugol: Solución de yodo para tinción Gram.
- Yodo………………………………………………………………………………………1 g
- Yoduro potásico……………………………………………………………………….2 g
- Agua destilada………………………………………………………………………300 ml
- Orceína A: Tinción de cromosomas.
- Orceína……………………………………………………………………………………2 g
- Ácido acético………………………………………………………………………….45,8 ml
- Ácido clorhídrico 1 mol/l…………………………………………………………….8,3 ml
- Agua……………………………………………………………………………………..45,8 ml
- Orceína B: Tinción de cromosomas.
- Orceína……………………………………………………………………………………2 g
- Ácido acético………………………………………………………………………….55 ml
- Agua……………………………………………………………………………………..55 ml
- Safranina: Colorante de contraste para tinción Gram (preferible a la fucsina) y esporas.
- Safranina……………………………………………………………………………..0,25 g
- Agua destilada……………………………………………………………………….100 m
- Sudán III: Tinción específica de grasas.
- Alcohol etílico………………………………………………………………………..100 ml
- Sudán III………………………………………………………………………..hasta saturación
- Verde de metilo acético: Igual composición que la eosina (num. 7)
Tomado de RECURSOS DIDACTICOS PARA BIOLOGÍA.
Seguir las indicaciones de la página DNA Models (en inglés).
¡Eso es todo! 
OBJETIVOS
- Observar al microscopio y reconocer algunos orgánulos vegetales: cloroplastos, cromoplastos y amiloplastos.
MATERIALES
- Microscopio óptico, portaobjetos, cubreobjetos, soporte para tinciones, cuchilla o bisturí, lugol.
- Material biológico: patata, semillas de legumbres,tomates maduros, algas filamentosas.
CONCEPTOS TEÓRICOS A RECORDAR.
Los vegetales son seres autótrofos fotosintéticos. Gracias a la clorofila son capaces de sintetizar materia orgánica, fundamentalmente glúcidos, a partir de compuestos inorgánicos como el CO2. Los plastos son los principales orgánulos implicados en dicho proceso.
El almidón, es un producto de reserva, que se acumula en ciertas partes de la planta, sobre todo en las raíces, tubérculos y semillas y que está destinado a sustentar a la planta.
Podemos extraerlo facílmente de la patata. En esta se va acumulando en los plastos, en capas concéntricas.
PROCEDIMIENTO.
CLOROPLASTOS.
- Colocar sobre el portaobjetos un filamento del alga bien extendido.
- Añadir una gota de agua y poner el cubreobjetos.
- Observar al microscopio a distintos aumentos.
CROMOPLASTOS.
- Cortar o raspar con un escalpelo , finísimas porciones de pulpa de tomate maduro de la zona situada bajo el epicarpio (piel).
- Depositar la muesta más fina que se haya obtenido sobre un portaobjetos, colocar encima el cubreobjetos y comprimir suavemente y lentamente.
- Observar al microscopio.
AMILOPLASTOS.
- Partir una patata y raspar con la punta del bisturí, depositando el producto obtenido en un porta-objeto.
- Dejar secar completamente y teñir con unas gotas de lugol o yodo. Dejar actuar dos minutos.
- Poner el cubre-objeto y observar al microscopio. Con poco aumento buscar la zona de la preparación en la que los granos estén menos aglutinados, localizada ésta, cambiar a aumentos mayores. Observar cerrando el diafragma lo máximo permitido por el foco luminoso.
- Puede rasparse también distintas semillas (judía, guisante, habichuela, maiz, etc), realizando el proceso similar al del raspado de la patata. Es conveniente para poder ver el aspecto distinto de amiloplastos en distintas plantas.
ANÁLISIS Y CONCLUSIONES.
- Realizar un informe en el que se incluyan dibujos de cada uno de los tipos de plastos, analizando las diferencias de los mismos y el posible motivo de las mismas.
- Contestar a las siguientes preguntas:
- ¿Cuál es el pigmento que contienen los cloroplastos?¿Qué función tienen?
- ¿Qué color presentan los cromoplastos observados? ¿Qué función tienen los cromoplastos?
- ¿Qué función tienen los amiloplastos?
- ¿Qué es la epidermis de una hoja y qué finalidad tiene? ¿Porqué encontramos en ella plastos?
- ¿Has podido ver algún otro orgánulo celular? ¿Cuáles?
OBJETIVOS
1. Observar al microscopio los efectos que tiene en la célula la existencia de distintas concentraciones en el medio extracelular y en el citoplasma.
2. Comprender los conceptos de plasmolisis y turgescencia.
MATERIALES
1. Placas de petri, tijeras, pinzas, microscopio óptico, portaobjetos, cubreobjetos, agua destilada o desionizada, disoluciones de cloruro de sodio de diversas concentraciones.
2. Material biológico: Cebolla.
CONCEPTOS TEÓRICOS A RECORDAR.
Ósmosis, presión osmótica, plasmolisis, turgencia.
PROCEDIMIENTO.
Antes de realizar el experimento, hay que preparar en sendos vasos de precipitados cuatro disoluciones de cloruro de sodio con diferentes concentraciones (4 g/L, 8 g/L, 12 g/L y 16 g/L), utilizando para ello agua destilada o desionizada. Deberás anotar en cada vaso la concentración correspondiente.
- Pon 10 ml de agua destilada y de cada una de las disoluciones anteriores en sendas placas de petri,numeradas para poder identificarlas.
- Corta con las tijeras cinco trozos pequeños de la epidermis que tapiza el interior de las capas externas de la cebolla.
- Coloca un trozo de epidermis en cada uno de las placas de petri y manténlos sumergidos durante 10 minutos.
- Pasado ese tiempo, extrae los trocitos de epidermis con ayuda de las pinzas y obsérvalos directamente al microscopio.
ANÁLISIS Y CONCLUSIONES.
- Con lentes de poco aumento, observa al microscopio el aspecto de las células de la epidermis que han estado sumergidas en las distintas disoluciones salinas.
- Dibuja una célula que haya sufrido turgencia y otra que haya sufrido plasmolisis.
- Cuenta en cada caso el número de células que presentan señales de haber sufrido turgencia o plasmolisis (de un total aproximado de 25 células observadas). Halla el % en cada caso.
• Rellena la siguiente tabla con los datos recogidos:
Con los resultados anteriores, representa sobre papel milimetrado sendas gráficas que representen % de turgencia o plasmolisis, en función de la concentración salina.
Responde a las siguientes preguntas:
- ¿Por qué no se pueden preparar las disoluciones de cloruro de sodio con agua del grifo?
- ¿A qué se deben los fenómenos observados?
- ¿Qué puedes decir sobre la concentración osmótica del citoplasma de las células de la epidermis de cebolla?
- ¿Se habrían obtenido los mismos resultados si se hubiera empleado un alga marina en el experimento?
MATERIAL
1. Microscopio, pocillos de tinciones, agua destilada, portaobjetos (2), alcohol de 96°, solución de May Grünwald, solución de Giemsa, sangre de mamífero (humana, de cordero, de cerdo, etc.), citrato sódico al 10% (opcional).
Existen diferentes técnicas para fijar y teñir los componentes de la sangre, como la técnica de tinción doble de May Grünwald-Glemsa. La solución de May Grünwald se utiliza directamente en su forma comercial. La solución de Giemsa se prepara diluida en la proporción de una gota de Giemsa por cada cm3 de agua destilada. Este método tiñe de diversos colores y matices las distintas estructuras celulares de la sangre y permite identificarlas.
1. EXTENSIÓN DEL FROTIS
Deposita una gota de sangre cerca del extremo de un portaobjetos. Apoya el extremo de otro portaobjetos (si es posible, más estrecho y con el borde esmerilado) sobre la gota hasta que esta se extienda por capilaridad.
Extiéndela, como se aprecia en la imagen, de una pasada rápida para que resulte una sola capa de células. El ángulo de los portaobjetos no debe ser mayor de 45°, pues cuanto mayor sea y más lenta se haga la extensión, la capa resultará más gruesa. El frotis debe secarse rápidamente al aire para evitar la formación de pequeños coágulos, lo que se facilita moviendo el portaobjetos en forma de abanico (nunca a la llama).
2. TINCIÓN DEL FROTIS
- Una vez colocado el frotis sobre el pocillo de tinciones, se cubre con un número determinado de gotas (hay que contarlas) de la solución de May Grünwald y se deja actuar durante 3 minutos.
- Sin quitar la solución anterior, se depositan sobre ella el mismo número de gotas de agua destilada, procurando mezclar ambos líquidos, y se deja otros 5 minutos.
- Se retira ahora el colorante escurriéndolo con cuidado sobre el pocillo, pero sin lavar. Se vuelve a cubrir la extensión con la solución de Giemsa diluida, Se deja actuar entre 25 y 30 minutos. Mientras tanto, si hay frotis ya preparados en el laboratorio (de sangre humana u otros vertebrados), puedes observarlos para comparar.
- Lava la preparación dejando caer un hilo de agua corriente sobre el extremo de la preparación y sécala al aire.
3. OBSERVACIÓN MICROSCÓPICA
Con el objetivo de menor aumento se localiza una zona del frotis en la que las células no se encuentren aglomeradas y no haya precipitaciones de colorante. Resultará interesante observar los bordes de la extensión dejados al arrastrar, pues en ellos abundan distintos tipos de leucocitos. Se pasa a mayor aumento para observar predominantemente eritrocitos y leucocitos, mucho menos abundantes, que destacan por quedar teñidos en tonos azul-violeta.
4. ANÁLISIS E INTERPRETACIÓN DE LOS RESULTADOS
Identifica los distintos tipos celulares y redacta un pequeño informe destacando las características de cada uno de ellos.
NO OLVIDES AL TERMINAR LA PRÁCTICA RECOGER Y LIMPIAR TODO EL MATERIAL UTILIZADO.
MATERIAL
1. Microscopio, frasco lavador, vidrios de reloj, portaobjetos y cubreobjetos, aguja enmangada, pinzas, pocillo para tinciones, safranina, pera.
1. PROCEDIMIENTO.
Raspa un poco de la parte carnosa de la pera sobre el portaobjetos. Extiéndela bien con la aguja o aplástala con otro porta. Deposita unas gotas de safranina y deja teñir durante 5 minutos. Retira el colorante, pon una gota de agua y monta el cubre.
2. ANÁLISIS E INTERPRETACIÓN DE LOS RESULTADOS
Observa las células del parénquima de rojo pálido y unas aglomeraciones celulares de color rojo intenso que corresponden a células de esclerénquima o células pétreas (parecen piedrecillas al masticarlas).
NO OLVIDES AL TERMINAR LA PRÁCTICA RECOGER Y LIMPIAR TODO EL MATERIAL UTILIZADO.
Observación de tejidos vegetales: parénquima de reserva o asimilador de la patata y súber
MATERIAL
1. Microscopio, frasco lavador, vidrios de reloj, portaobjetos y cubreobjetos, aguja enmangada, pinzas, pocillo para tinciones, lugol, patata.
1. PROCEDIMIENTO.
- Realiza cortes finísimos, perpendiculares a la superficie, que contengan piel (súber) y algo del Interior blanco (parénquima de reserva).
- Pon varias muestras sobre un par de gotas de Lugol en el portaobjetos durante 2 minutos. Retira el colorante, coloca una gota de agua o glicerina y pon el cubreobjetos.
2. ANÁLISIS E INTERPRETACIÓN DE LOS RESULTADOS
Observa la diferencia entre las células del súber y del parénquima. Describe y dibuja. A grandes aumentos observa y dibuja los granos de almidón teñidos de violeta.
NO OLVIDES AL TERMINAR LA PRÁCTICA RECOGER Y LIMPIAR TODO EL MATERIAL UTILIZADO.
MATERIAL
1. Microscopio, frasco lavador, vidrios de reloj, portaobjetos y cubreobjetos, aguja enmangada, pinzas, pocillo para tinciones, verde metilo acético, hoja de lirio
Puede usarse epidermis de la hoja de lirio u otra semejante: gladiolo, cala, etc.
1. PROCEDIMIENTO.
- Haz una suave incisión perpendicular al envés de la hoja con la cuchilla y levanta uno de los bordes con las pinzas para obtener una lámina muy fina, translúcida como el celofán. Procura no arrastrar el tejido de color verde de debajo (es parénquima clorofílico).
- Coloca el fragmento (de al menos 0,5 cm de lado) sobre el portaobjetos con unas gotas de verde de metilo acético y déjalo teñir durante 5 minutos. Vierte el colorante y lava. Pon una gota de agua o glicerina y coloca sobre ella el cubreobjetos.
2. ANÁLISIS E INTERPRETACIÓN DE LOS RESULTADOS
Observa, describe y dibuja el aspecto de los dos tipos de células de la epidermis con mediano aumento y pasa a estudiar los estomas a grandes aumentos para ver los cloroplastos.
NO OLVIDES AL TERMINAR LA PRÁCTICA RECOGER Y LIMPIAR TODO EL MATERIAL UTILIZADO.
OBJETIVOS
1. Determinar la presencia o ausencia de lípidos en una disolución.
2. Determinar la presencia o ausencia de prótidos en una disolución.
MATERIALES
1. Gradilla, tubos de ensayo, pipetas, mecheros de gas, vasos de precipitado, pinzas de madera.
2. Soluciones de sulfato cúprico al 5%, NaOH concentrado (20 %).
3. Disoluciones problema y testigo.
RECONOCIMIENTO DE LIPIDOS: SAPONIFICACIÓN.
Las grasas reaccionan en caliente con el hidróxido sódico o potásico descomponiéndose en los dos elementos que las integran: glicerina y ácidos grasos. Éstos se combinan con los iones sodio o potasio del hidróxido para dar jabones, que son en consecuencia las sales sódicas o potásicas de los ácidos grasos. En los seres vivos, la hidrólisis de los triglicéridos se realiza mediante la acción de enzimas específicos (lipasas) que dan lugar a la formación de ácidos grasos y glicerina.
PROCEDIMIENTO:
1. Colocar en un tubo de ensayo 2ml de aceite y 2ml de NaOH al 20%.
2. Agitar enérgicamente y colocar el tubo al baño María de 20 a 30 minutos.
3. Pasado este tiempo, se pueden observar en el tubo 3 fases: una inferior clara que contiene la solución de sosa sobrante junto con la glicerina formada, otra intermedia semisólida que es el jabón formado y una superior lipídica de aceite inalterado.
DETECCIÓN DE LA PRESENCIA DE PROTEÍNAS: REACCIÓN DE BIURET.
Esta reacción sirve para identificar proteínas y péptidos, pero no aminoácidos.
Al mezclar una proteína con un álcali concentrado y algunas gotas de SO4Cu se produce un color característico debido al grupo -CO-NN- (enlace peptídico).
El Cu del sulfato cúprico forma un complejo, en medio alcalino, con los N del enlace peptídico de los que el H es desplazado. Este complejo toma una coloración característica.
PROCEDIMIENTO:
1. Depositamos 3 ml. de disolución de ovoalbúmina en un tubo de ensayo y le añadimos un mililitro de NaOH al 10%. Hacemos lo mismo con una muestra de 2ml de leche.
2. Agitamos bien para que se mezclen profusamente.
3. Depositamos, a continuación, gota a gota, mediante una pipeta, una disolución de SO4Cu del 5% hasta que se produzca la reacción.
- ¿De qué color queda la reacción al formarse el Biuret?
- ¿Qué sustancias se pueden identificar mediante este procedimiento?
- ¿El color es más fuerte cuantos más enlaces peptídicos se vean afectados. ¿Sabrías encontrar una utilidad experimental a este fenómeno?
NO OLVIDES AL TERMINAR LA PRÁCTICA RECOGER Y LIMPIAR TODO EL MATERIAL UTILIZADO.
OBJETIVOS
1. Determinar la presencia o ausencia de glúcidos reductores en una disolución.
2. Reconocimiento del almidón.
MATERIALES
1. Gradilla, tubos de ensayo, pipetas, mecheros de gas, vasos de precipitado, pinzas de madera.
2. Soluciones de sulfato cúprico al 5%, NaOH concentrado, reactivo de Lugol,
3. Disoluciones problema y testigo.
DESARROLLO
Contamos con tres tubos de ensayo en los que hay respectivamente 2 ml de agua, 2 ml de una solución concentrada de glucosa y 2 ml de una solución concentrada de almidón.
Debemos identificar el contenido de cada uno de las muestras.
IDENTIFICACIÓN DE GLÚCIDOS REDUCTORES: REACCIÓN DE TROMMER.
Los glúcidos monosacáridos pueden encontrarse presentando su grupo aldehído libre, en los acíclicos, o bien, no libre, hemiacetales, en los cíclicos.
Los grupos anteriormente citados reducen el Cu2+ del CuSO4 presente en la solución, a Cu+, lo que origina un precipitado de color característico.
REACCIÓN DE TROMMER: PROCEDIMIENTO.
1. Poner en un tubo de 2 ml. de disolución problema.
2. Añadir unas gotas de disolución de CuSO4 al 5% y 1 ml. de hidróxido sódico concentrado. Se podrá observar un precipitado azul de hidróxido cúprico, que agitando el tubo me mezclará con la solución problema adquiriendo un tono oscuro.
3. Hervir, colocando el tubo en la gradilla dentro de un recipiente con agua hirviendo. Agitar ocasionalmente.
4. Si en la disolución existe azúcar y éste es reductor, se producirá un precipitado de color característico de Cu2O que, con el tiempo, irá sedimentado en el fondo del tubo.
5. Una vez producida la reacción, anotad los resultados y procurad limpiar el tubo rápidamente.
Responde a las siguientes preguntas:
- ¿De qué color ha salido el precipitado?
- La glucosa, ¿es reductor? ¿Y el almidón?
- ¿Por qué se denomina reducción este cambio?
- ¿Cuál es la sustancia reductora?
- ¿Qué sustancia se reduce y por tanto, cual se oxida? (El material precipitado es Cu2O).
RECONOCIMIENTO DEL ALMIDÓN: REACCION DE LUGOL.
Para distinguir el polisacárido almidón podemos usar la prueba del LUGOL, que es específica.
Se añaden a la solución problema (2 ml) unas gotas de reactivo de LUGOL. Este compuesto contiene yodo, y cuando reacciona con el almidón aparece una coloración violeta intensa, que puede ser incluso negra si la concentración del almidón es muy elevada.
CONCLUSIONES.
Identifica conforme a los resultados obtenidos, las tres disoluciones problema.
APLICACIÓN.
¿Cómo comprobarías en una muestra de un alimento (zumo) la presencia de glucosa y/o almidón?
NO OLVIDES AL TERMINAR LA PRÁCTICA RECOGER Y LIMPIAR TODO EL MATERIAL UTILIZADO.
